產品信息

產品描述

Hieff NGS^® OnePot II DNA Library Prep Kit for Illumina^®是針對Illumina^®高通量測序平臺專業開發設計的新一代酶切法建庫試劑盒。與傳統的建庫法比較，本品采用高質量的片段化酶，擺脫了繁瑣的超聲過程，同時簡化了操作流程，將片段化模塊與末端修復模塊合二為一，極大的降低了建庫的時間和成本。本試劑盒具有優秀的文庫轉化率，可應用于常規動植物基因組、微生物基因組等樣本，同時能兼容FFPE DNA樣本的建庫。經測序驗證，不同GC含量的樣本，均可獲得優異的測序結果，文庫覆蓋度高，均一性好，偏好性低，使建庫變得更加簡單高效。

適用500 pg-1 μg的基因組DNA、全長cDNA等樣本

高質量片段化酶，可隨機切割雙鏈DNA，酶切片段無偏好性

片段化、末端修復/加A一步完成

強擴增效率的高保真酶，顯著提高文庫質量及產量

適用于FFPE DNA樣本

嚴格的批次性能與穩定性質控

產品組分

運輸與保存方法

冰袋運輸。所有組分-20°C保存，有效期1年。

注意事項

一、關于操作

1. 為了您的安全和健康，請穿實驗服并戴一次性手套操作。

2. 請于使用前將試劑盒各組分置于室溫解凍。解凍后上下顛倒數次充分混勻，短暫離心后置于冰上待用。

3. 配制各步驟反應液時推薦使用移液器吹打混勻或輕輕振蕩，劇烈振蕩可能會造成文庫產出下降。

4. 為避免樣品交叉污染，推薦使用帶濾芯的槍頭，吸取不同樣品時請更換槍頭。

5. 推薦在帶熱蓋的PCR儀中進行各步驟反應，使用前應預熱PCR儀至反應溫度附近。

6. PCR產物因操作不當極容易產生氣溶膠污染，進而影響實驗結果準確性。推薦將PCR反應體系配制區和PCR產物純化檢測區進行強制性的物理隔離；使用專用的移液器等設備；并定時對各實驗區域進行清潔（使用0.5%次氯酸鈉或10%漂白劑進行擦拭清理），以保證實驗環境的潔凈度。

7. 本產品僅作科研用途！

二、關于DNA段化

1. 本試劑盒兼容范圍為500 pg – 1 μg Input DNA。應盡可能使用A260/A280 = 1.8-2.0的高質量Input DNA。

2. 若Input DNA中引入高濃度金屬離子螯合劑或其他鹽，可能會影響后續實驗，建議將DNA稀釋在ddH2O或不含EDTA的10 mM Tris Buffer (pH 7.5-8.0)中進行片段化。

3. 對于常規的高質量基因組DNA，酶切時間參考表5，本試劑盒片段化偏好低，耐受各種GC含量的模板。對于不同降解程度的FFPE樣本，酶切時間參考表6。以上為推薦時間，需客戶在自己的實驗體系中進行微調，以達到最佳效果。

4.為保證優質精確的片段化效果，片段化反應配制過程請于冰上操作。

5. 針對FFPE DNA建庫，若樣本質量不佳，客戶對當前建庫產量不滿意，可選購我公司的FFPE DNA Repair Reagent (Cat#12606)對FFPE DNA進行修復，具體使用方法可參考此產品說明書。該試劑可與片段化末修加A過程同時進行，無需額外的操作。

三、關于接頭連接 (Adapter Ligation)

1. 針對Illumina®測序平臺，Yeasen提供48種Barcoded Adapters: Hieff NGS® Complete Adapter Kit for Illumina®, Set 1~Set 4 (Cat#12615~Cat#12618)；單端96種 Index Primers: Hieff NGS® 96 Single Index Primers Kit for Illumina®, Set 1~Set 2  (Cat#12611~Cat#12612)；雙端384種CDI Primers：Hieff NGS® 384 CDI Primer for Illumina®，Set 1~Set 2 (Cat#12412~Cat#12413)；雙端384種UDI Primers: Hieff NGS® Stubby UDI Primer Kit for Illumina® (Cat#12404~Cat#12407)。

2. Adapter的質量和使用濃度直接影響連接效率及文庫產量。Adapter用量過高可能會產生較多Adapter Dimer；用量較低可能會影響連接效率及文庫產量。表1列舉了使用本試劑盒，不同Input DNA量推薦的Adapter使用量。

表1  500 pg-1 μg Input DNA推薦的Adapter使用濃度

【注】：Input DNA摩爾數 (pmol)≈ Input DNA質量(ng)/ [0.66 × Input DNA平均長度 (bp)]。

四、關于磁珠純化與分選 (Bead-based Clean Up and Size Selection)

1. DNA段長度分選步驟可選擇在末端修復/dA尾添加之前，或接頭連接后，或文庫擴增后進行。

2. 當Input DNA質量≥50 ng，您可選擇在接頭連接后分選；如Input DNA質量<50 ng，建議您在文庫擴增后進行分選。

3. Ligation Enhancer中包含高濃度的PEG，會對雙輪分選產生顯著影響。因此，如在接頭連接后進行長度分選，必須先進行純化步驟，再進行雙輪分選步驟；如在末端修復/dA尾添加之前或文庫擴增后進行長度分選，可直接進行雙輪磁珠分選步驟。

4. 磁珠使用前應先平衡至室溫，否則會導致得率下降、分選效果不佳。

5. 磁珠每次使用前都應充分振蕩混勻或使用移液器上下吹打充分混勻。

6. 轉移上清時，請勿吸取磁珠，即使微量殘留都將影響后續文庫質量。

7. 磁珠漂洗使用的80%乙醇應現用現配，否則將影響回收效率。

8. 進行長度分選時，初始樣品體積應盡量≥100 μL，不足時請用超純水補齊。以防因樣品體積太小導致移液誤差增大。

9. 產物洗脫前應將磁珠置于室溫干燥。干燥不充分容易造成無水乙醇殘留影響后續反應；過分干燥又會導致磁珠開裂進而降低純化得率。通常情況下，室溫干燥3-5 min足以讓磁珠充分干燥。

10. DNA純化或長度分選產物如需保存，可使用TE Buffer洗脫，產物可于4°C可保存1-2周，-20°C可保存1個月。

五、關于文庫擴增 (Library Amplification)

文庫擴增步驟需要嚴格控制擴增循環數。循環數不足，將導致文庫產量低；循環數過多，又將導致文庫偏好性增加、重復度增加、嵌合產物增加、擴增突變積累等多種不良后果。表2列舉了使用本試劑盒，獲得1 μg文庫的推薦循環數。

表2  500 pg-1 μg Input DNA獲得1000 ng產物擴增循環數推薦表

注：上表為使用高質量的Human gDNA構建文庫使用的循環數參數。當DNA質量較差或需要進行長度分選，則參照較高循環數進行文庫擴增。

六、關于文庫質檢 (Library Quality Analysis)

1. 通常情況下，構建好的文庫可通過長度分布檢測和濃度檢測來進行質量評價。

2. 文庫濃度檢測可使用：基于雙鏈DNA熒光染料的方法，如Qubit®、PicoGreen®等；基于qPCR絕對定量的方法。

3. 文庫濃度檢測不可使用：基于光譜檢測的方法，如NanoDrop®等。

4. 推薦使用qPCR方法進行文庫濃度檢測：Qubit®、PicoGreen®等基于雙鏈DNA熒光染料的濃度測定方法時，無法有效區分單端連接Adapter的產物、兩端均未連接Adapter的產物以及其他不完整雙鏈結構產物；qPCR絕對定量基于PCR擴增原理，僅定量樣品中兩端Adapter完整的文庫（即可測序的文庫），可排除單端或雙端都不連接Adapter的不可測序文庫干擾。

5. 文庫長度分布檢測，可通過Agilent Bioanalyzer 2100等基于毛細管電泳或微控流原理的設備進行檢測。

使用方法

一、自備材料

1. 純化磁珠：Cat#12601，Hieff NGS® DNA Selection Beads或Cat#A63880，AMPure XP Beads或其他等效產品。

2. DNA質控：Agilent Technologies 2100 Bioanalyzer或其他等效產品。

3. DNA Adapter：針對Illumina®測序平臺，Yeasen提供48種Barcoded Adapters: Hieff NGS® Complete Adapter Kit for Illumina®, Set 1~Set 4 (Cat#12615~Cat#12618)；單端96種 Index Primers: Hieff NGS® 96 Single Index Primers Kit for Illumina®, Set 1~Set 2 (Cat#12611~Cat#12612)；雙端384種CDI Primers：Hieff NGS® 384 CDI Primer for Illumina®，Set 1~Set 2 (Cat#12412~Cat#12413)；雙端384種UDI Primers: Hieff NGS® Stubby UDI Primer Kit for Illumina® (Cat#12404~Cat#12407)，或其他等效產品。

4. 其他材料：無水乙醇、滅菌超純水、TE Buffer (10 mM Tris-HCl, pH 8.0-8.5; 0.1 mM EDTA)、低吸附EP管、PCR管、磁力架、PCR儀等。

二、操作流程

圖1 OnePot II DNA建庫試劑盒操作流程

三、操作步驟

3.1 DNA段化/末端修復/dA尾添加 (DNA Fragment/End Repair/dA-Tailing)

該步驟將基因組DNA段化，同時進行末端修復及dA尾添加。

1. 將表3中各試劑解凍后，顛倒混勻，置于冰上備用。

2. 于冰上配制表3反應體系。

表3  DNA段化/末端修復/dA尾添加 PCR反應體系

3. 使用移液器輕輕吹打或低速振蕩混勻，并短暫離心將反應液離心至管底。

4. 將上述PCR管置于PCR儀，設置表4所示反應程序，進行DNA段化，末端修復及dA尾添加反應。

表4  DNA段化/末端修復/dA尾添加 PCR反應程序

【注】：*DNA段化過程為有效控制片段化效果，避免過度酶切，反應程序可預先設置4°C，待模塊溫度降至4°C時，將PCR管放入PCR儀即可。**對于完整的基因組DNA，酶切時間參考表5；對于質量不一的FFPE DNA樣本，酶切時間參考表6。

表5  常規基因組DNA段化時間選擇表

表6  FFPE DNA段化時間選擇表

【注】：*DIN為DNA Integrity Number，是用Agilent 2200來定義FFPE DNA降解程度的一種方法，詳見圖2。

圖2  Agilent 2200定義不同降解程度樣本的DIN值

3.2 接頭連接 (Adapter Ligation)

該步驟將3.1步驟的產物末端，連接特定的Illumina®接頭。

1. 根據Input DNA量按表1稀釋Adapter至合適濃度。

2. 將表7中各試劑解凍后顛倒混勻，置于冰上備用。

3. 于3.1步驟PCR管中配制表7所示反應體系。

表7  Adapter Ligation PCR體系

【注】：*Ligation Enhancer比較粘稠，請上下顛倒、振蕩，充分混勻并瞬時后離心使用。

**本公司接頭濃度與常規商業化試劑盒一致，皆為15 μM。請根據注意事項三中的提示，對接頭進行稀釋，加水補齊，使接頭體積為5 μL。

【接頭添加計算舉例】：當Input DNA為100 ng，Input DNA長度為300 bp時，接頭應該添加多少？

第一步：計算Input DNA摩爾數。公式：Input DNA摩爾數 (pmol)≈ Input DNA質量(ng)/ [0.66 × Input DNA平均長度 (bp)]；

Input DNA摩爾數 (pmol)=100÷ (0.66×300)=0.5 pmol；

第二步：計算接頭添加摩爾數。根據注意事項三表1查詢接頭添加比例；

根據表1，查得Input DNA 100 ng時接頭添加比例100:1，則接頭添加摩爾數=100×0.5 pmol=50 pmol；

第三步：計算接頭添加體積。接頭濃度=15 μmol/L（如使用其他接頭，濃度需要依據其他接頭濃度參數）；

接頭添加體積=接頭添加摩爾數 (50 pmol)÷接頭濃度 (15 μmol/L)=3.34 μL（注：15 μmol/L=15 pmol/μL)

綜上，接頭可添加3.4 μL，加1.6 μL水補齊至5 μL。（注：接頭最大加入體積不超過5 μL）。

4. 使用移液器輕輕吹打或振蕩混勻，并短暫離心將反應液收集至管底。

5. 將PCR管置于PCR儀中，設置表8所示反應程序，進行接頭連接反應。

表8  Adapter Ligation PCR反應程序

3.3 連接產物磁珠純化 (Post Ligation Clean Up)

該步驟使用磁珠對3.2步驟的產物進行純化或分選。純化可除去未連接的Adapter或Adapter Dimer等無效產物。

3.3.1 純化操作步驟：

1. 準備工作：將Hieff NGS® DNA Selection Beads磁珠由冰箱中取出，室溫平衡至少30 min。配制80%乙醇。

2. 渦旋振蕩或充分顛倒磁珠以保證充分混勻。

3. 吸取60 μL Hieff NGS® DNA Selection Beads (0.6×，Beads:DNA=0.6:1)至Adapter Ligation產物中，渦旋振蕩或使用移液器輕輕吹打至充分混勻，室溫孵育5 min。

4. 將PCR管短暫離心并置于磁力架中分離磁珠和液體，待溶液澄清后（約5 min），小心移除上清。

5. 保持PCR管始終置于磁力架中，加入200 μL新鮮配制的80%乙醇漂洗磁珠，室溫孵育30 sec后，小心移除上清。

6. 重復步驟5，總計漂洗兩次。最后使用10 μL小槍頭吸去殘余液體。

7. 保持PCR管始終置于磁力架中，開蓋空氣干燥磁珠至剛剛出現龜裂（不超過5 min）。

8. 將PCR管從磁力架中取出，進行洗脫：

1）如產物無需進行片段分選，直接加入21 μL ddH2O，渦旋振蕩或使用移液器輕輕吹打至充分混勻，室溫靜置5 min。【注：如純化產物如需保存，可使用TE Buffer洗脫】。將PCR管短暫離心并置于磁力架中靜置，待溶液澄清后（約5 min），小心移取20 μL上清至新PCR管中，切勿觸碰磁珠。

2）如產物需進行雙輪分選，加入102 μL ddH2O，渦旋振蕩或使用移液器輕輕吹打至充分混勻，室溫靜置5 min?！咀ⅲ喝缂兓a物如需保存，可使用TE Buffer洗脫】。將PCR管短暫離心并置于磁力架中靜置，待溶液澄清后（約5 min），小心移取100 μL上清至新PCR管中，切勿觸碰磁珠。

3.3.2 雙輪分選操作步驟：

1. 準備工作：將Hieff NGS® DNA Selection Beads磁珠由冰箱中取出，室溫平衡約30 min。配制80%乙醇。

2. 請渦旋振蕩或充分顛倒磁珠以保證混勻。

3. 根據DNA段長度要求，參考表9向上述100 μL DNA上清中加入第一輪分選磁珠，渦旋或移液器吹打10次混勻。

表9  磁珠文庫分選推薦比例

【注】：表中“×”表示樣品DNA體積。如文庫插入片段長度為250 bp，樣品DNA體積為100 μL，則第一輪分選磁珠使用體積為0.70×100 μL=70 μL；第二輪分選磁珠使用體積為0.20×100 μL=20 μL；表中所推薦比例是針對于Adapter Ligated Insert DNA (Post Ligation)，如果用戶在接頭連接前進行分選，請采用Hieff NGS® DNA Selection Beads (Cat#12601)說明書中推薦的比例。

4. 室溫孵育5 min。

5. 將PCR管短暫離心并置于磁力架中，待溶液澄清后（約5 min），小心轉移上清到干凈的離心管中。

6. 參考表7向上清中加入第二輪分選磁珠。

7. 渦旋混勻或移液器吹打10次混勻，室溫靜置5 min。

8. 將PCR管短暫離心并置于磁力架中，待溶液澄清后（約5 min），小心移除上清。

9. 保持PCR管始終處于磁力架中，加入200 μL新鮮配制的80%乙醇漂洗磁珠，室溫孵育30 sec，小心移除上清。

10. 重復步驟9，總計漂洗兩次。最后使用10 μL小槍頭吸去殘余液體。

11. 保持PCR管始終處于磁力架中，開蓋干燥磁珠至剛剛出現龜裂（約5 min）。

12. 將PCR管從磁力架中取出，加入適量21 μL ddH2O，渦旋振蕩或使用移液器輕輕吹打充分混勻，室溫靜置5 min。

13. 將PCR管短暫離心并置于磁力架中分離磁珠和液體。待溶液澄清后（約5 min），小心轉移20 μL上清至干凈的管中。

3.4 文庫擴增 (Library Amplification)

該步驟將對純化或長度分選后的接頭連接產物進行PCR擴增富集。

1. 將表10中試劑解凍后顛倒混勻，置于冰上備用。

2. 于無菌PCR管中配制表10所示反應體系。

表10  PCR擴增反應體系

【注】：*如果使用的是完整接頭（Cat#12615~ Cat#12618），使用試劑盒中的Primer Mix進行擴增；如果使用了不完整的接頭（Cat#12611~Cat#12612、Cat#12412~Cat#12413、Cat#12404~Cat#12407），請參照上述試劑盒說明書，使用其中配備的Index Primer進行擴增。

3. 使用移液器輕輕吹打或振蕩混勻，并短暫離心將反應液收集至管底。

4. 將PCR管置于PCR儀中，設置表11所示反應程序，進行PCR擴增。

表11  PCR擴增反應程序

3.5 擴增產物磁珠純化或分選 (Post Amplification Clean Up/Size Selection)

同3.3.1步驟中純化操作步驟。使用Hieff NGS® DNA Selection Beads (0.9×，Beads:DNA=0.9:1)純化文庫擴增產物。

如需分選，操作方法同3.3.2雙輪分選步驟。

3.6 文庫質量控制

通常情況下，構建好的文庫可通過濃度檢測和長度分布檢測來進行質量評價，具體請參見注意事項六。

3.7 參考實例

使用Hieff NGS® OnePot II DNA Library Prep Kit for Illumina®對小牛胸腺gDNA樣本進行酶切建庫檢測，片段化結果見圖3，建庫結果見圖3。

圖3  OnePot II DNA建庫試劑盒酶切800 ng小牛胸腺gDNA樣本（不同酶切時間片段化效果檢測）

圖4  使用本試劑盒進行human gDNA樣本建庫，文庫進行電泳檢測

（Input DNA為500 ng，酶切20 min，擴增5 cycles）

HB211215