材料與儀器
SD大鼠
F12 *培養液 胰蛋白酶 Ⅱ型膠原酶 酒精
手術器械 磁力攪拌器
步驟
一、實驗步驟
1. 拉頸處死24 小時內新生的SD大鼠，75%乙醇浸泡5 min，取出頭蓋骨，分離頂骨和額骨，冰生理鹽水液反復洗滌大鼠乳鼠顱蓋骨標本除去脂肪組織及殘留血，放入另一盛有F12 *培基液的培養皿中再洗滌， 將顱骨剪成2～5 mm2 碎片，將洗滌過的骨碎片用 0.25%胰蛋白酶2 ml 預消化15 min，以清除纖維組織細胞，棄去上清液(其中主要含成纖維細胞)。
2. 然后以0.1% Ⅱ型膠原酶10 ml，在37℃環境中消化 20 分鐘，室溫下磁力攪拌消化20 分鐘。靜置數分鐘，收集消化液，室溫下以1200 rpm離心10 分鐘。去除上清液，用20% 胎牛血清的F12 培養液4 ml 懸 浮細胞，接種于75 ml 培養瓶中，補培養液8 ml 使每瓶液體量達到12 ml；對靜置后沉淀部分可再重復以膠原酶消化20 分鐘、磁力攪拌消化15 分鐘、離心10 分鐘，將獲得的3 瓶細胞放置于二氧化碳培養箱，在5% CO2，95%空氣，37℃溫度下培養，24 小時后可見細胞貼壁生長，胞質開始伸展，換新鮮培養液，以后每隔48 小時換培養液(注：消化視具體情況而定，也可多消化 1 遍)。
3. 原代培養一般接種后第7 天能長滿。傳代時，取生長良好、貼壁松緊適度的成骨細胞 1 瓶，棄去培養 液，傳代時先以 PBS 沖洗 2 遍，加 0.25%胰酶1 ml，室溫下消化3～5 分鐘，將胰蛋白酶液棄去，加 F12 培養液充分吹打8-10 分鐘。將已消化的細胞收集、合并，計數；用 F12 *培基調節至細胞濃度為合適濃 度。一般取2-5 代成骨細胞進行實驗。代數太多，細胞老化或者分化明顯。
二、結果
如圖所示，成骨細胞的形狀和成纖維細胞非常相似，但是不同的是，比成纖維細胞更不容易消化，尤 其是傳代次數多，細胞老化的時候，非常難消化，并且不易消化成單個細胞。
圖1：成骨細胞
圖2：成骨細胞100倍
圖3：成骨細胞形成的礦化結節
三、鑒定的方法
1. 堿性磷酸酶(ALP)活性檢測
2. 骨玻璃樣蛋白(BGP)檢測
3. 礦化結節檢測
